Многие владельцы переживают, как их любимец перенесет оперативное вмешательство, для которого необходим наркоз.

Риск анестезии у кроликов – ключевые факторы

Имеется много факторов, которые могут повлиять на риск анестезии у кроликов. Среди них особенно выделяются

• стрессы,
• ряд предшествующих заболеваний,
• гипоксия.

Благодаря клиническому осмотру перед процедурой можно установить текущее состояние животного. Взвешивание поможет рассчитать дозировку препаратов, вводимых зверькам. Благодаря современному оборудованию, качественному и точному расчету дозы и наблюдению удается максимально безопасно.

Предварительный клинический осмотр

Благодаря клиническому осмотру, удается установить общее состояние животного перед анестезией. Особи, находящие в шоке, гипотензии или дегитратированные, требуют пристального внимания – специалист вводит таким кроликам питательную жидкость внутривенным или внутрикостным методом.

У кроликов не возникает рвотного рефлекса, и в результате, можно производить анестезию практически . Уже в течение 1-2 часов в их ротовой полости не останется частиц еды, а в желудке будет достаточно места.

После анестезии животному требуется постоянный приток кислорода в легкие. Благодаря оксигенации, можно существенно снизить риски проявления гипоксии. Осуществить подачу воздуха можно путем кислородной маски, с помощью назальных или эндотрахеальных трубок и через канал, вставленный в глотку.

Благодаря эндотрахеальной интубации, у животных существенно снижается риск длительной задержки дыхания, и можно вводить кислород в легкие. Это позволит избежать смертности. Также, данная процедура, в случае осложнений, позволит произвести искусственную легочную вентиляцию.

Интубирование животных

Чтобы сделать интубирование кролику, важно учитывать анатомические особенности их трахеи, полости рта и носоглотки. учитывают малый объем легких и делают процедуру так, чтобы избежать гипоксии у зверька. В сравнении с брюшной областью, легкие этих животных очень маленькие – их объем равен не более 5-6 мл/кг. Благодаря движению диафрагмы, они дышат – легкие работают не за счет мышц межреберной части организма. В специалист следит, чтобы органы брюшка животного не давили на диафрагму.

Пульсоксиметр

В качестве элемента анестезиологического оборудования применяют пульсоксиметр. Идеальное место для его крепления – язык кролика. Но данные действия будут невозможными, если мордочка будет под кислородной маской. Четкий сигнал будет поступать с основания хвоста или паховых складок, но для этого потребуется выщипать шерсть. Также в качестве дополнительного оборудования используется ректальный зонд.

При оказании лечебной помощи пушному зверю, необходимо укрепить его в таком положении, чтобы животное не причинило вреда себе, ассистенту и лечащему врачу. Методы фиксации зверя должны обеспечивать оптимальный доступ к по­лю операции.

Зверя ловят при помощи специальных ловушек, щипцов, сач­ков или утепленных рукавиц, дающих возможность обслуживаю­щему персоналу уберечь себя от зубов и когтей зверя (рисунки 1, 2).

Пойманному и надежно удерживаемому в руках человека зверю фиксируют рот мягкой марлевой повязкой, которую накладывают вокруг челюстей и завязывают на спинке носа. У соболей и но­рок, лицевая часть которых более короткая и коническая, такую тесьму укрепляют предварительно вложенной поперек рта за клыками круглой гладкой палочкой; зажатая между челюстями па­лочка удерживается верхними и нижними клыками и одновремен­но сама фиксирует наложенную сзади нее тесьму.

Для фиксации норок при взятии проб крови для исследова­ния, проведении массовых профилактических вакцинаций, а также для других целей исполь­зуют сетчатую цилиндрическую ловушку с отверстием с одного края. Сетчатая ловушка для самцов размером 35 × 9 см, для са­мок 30 × 7 см (рисунок 3).

Ловушку подставляют к лазу домика, за­гоняют в нее норку так, чтобы голова ее была в глухом конце ловушки, а к задним конечностям животного был доступ.

В зависимости от места операции животное помещают на обыкновенный стол в спинном, брюшном, боковом или удерживают в стоячем, положении.

Иногда звери, на которых наложены фиксирующие повязки, сильно беспокоятся. Таким животным предварительно следует сделать наркоз или ввести промедол , амина­зин или другие анальгезирующие или транквилизирующие средства.

У щенков лисиц и песцов можно открывать рот, надавливая двумя пальцами руки (большим и средним) через щеки на межчелюстные пространства губ вблизи че­люстного сустава. При этом ладонь руки кладут на лоб животного, а пальцами охватывают его череп. Достаточно легко нажать пальцами на межчелюстное пространство, и щенки открывают рот. При более длительных манипуляциях в ротовой полости и при зондировании желудка, рот фиксируют в открытом положении с помощью деревянного зевника для мелких животных И.Г. Шарабрина с круглым отверстием в центре или с помощью резиновой пробки, укрепленной на металлическом стержне.

Анестезия (местное обезболивание)

(Anaesthesia s. analgesia)

Для местного обезболива­ния применяют новокаин в виде 0,25…2%-х растворов. Доза для соболей, норок, лисиц и песцов – 0,04 г на кг массы.

Новокаин применяют: для поверхностного обезболивания конъюнктивы, слизистых оболочек носа, рта, прямой кишки в форме более концентрированных водных растворов и мазей; для инфильтрационной анестезии при ампутации конечностей, хирургических вмешательствах в глубоких тканях и при полостных операциях (в сочетании с аналгезирующими и нейроплегическими средства­ми в форме водных (0,25…0,5%-х) растворов; для периневральной проводниковой анестезии в более концентрирован­ных (1...2%-х) водных растворах; у лисиц и песцов для спинномозговой (люмбарной) анестезии в 0,5…1%-х растворах (доза 0,01 г новокаина на кг массы).

Иглу вводят по медиальной линии перпендикулярно меж­ду остистыми отростками двух последних поясничных позвонков. Соблюдается строгая асептика. В зависимости от количества вве­денного раствора и распределения его по спинномозговому кана­лу область обезболивания может распространиться до переднего пояса конечностей.

Растворы новокаина применяют также с целью проведения патогенетической терапии (по методу А.В. Вишневского), при плохо заживающих язвенных процессах, флегмонах, маститах, отеках, заболеваниях органов грудной, брюшной и тазовой полостей. В зави­симости от способа применения различают короткую блокаду (местную) и отдаленную. При короткой блокаде раствор ново­каина (0,25…0,5%-й) с добавлением бензилпенициллина и стрептомицина инъецируют вокруг очага поражения или вводят под него, при этом ткани инфильтрируют обильно. В некоторых случаях блокаду повторяют через 3...4 дня. К отдаленным блокадам, используемым в звероводческой практике, относятся: а) шей­ная вагосимптоматическая блокада – введение анальгезирующего раствора в область расположения блуждающего и симптоматиче­ского нервов на шее и б) поясничная (паранефральная) новокаиновая блокада – введение раствора новокаина с добавлением стрептомицина в область почечного нервного сплетения. Последняя широко используется при заболеваниях органов брюшной и тазовой по­лостей.

При поясничной блокаде зверя фиксируют два человека, при­чем один держит за передние конечности и голову, а второй – за задние и одновременно поддерживает животное одной рукой под живот для предупреждения резких движений. Иглу вводят у лисиц и песцов с левой стороны за поперечнореберным отростком второго поясничного позвонка (между поперечными отростками второго и третьего по­ясничных позвонков); а справа за поперечнореберным отростком первого поясничного позвонка (между первым и вторым позвон­ками), отступя от средней линии (остистых отростков) поясницы на 2…2,5 см. У соболей и норок иглу вводят на уровне второго поясничного позвонка с левой стороны и на уровне первого позвон­ка с правой стороны, отступя от средней линии поясницы на 1…1,5 см. Почки у пушных зверей можно ощутить путем пальпации через брюшную стенку, что может служить ориентиром для определения места введения иглы. В указанном месте иглу вводят в мягкие ткани до соприкосновения ее с поперечным отростком, а затем смещают ее в ту или другую сторону, чтобы она прошла между указанными выше поперечными отростками, и погружают на глу­бину 0,5…0,8 см у лисиц и песцов и на 0,3…0,5 см у соболей и норок, после чего вводят раствор.

Для предупреждения осложнения инфекцией, в 0,25…0,3%-й раствор новока­ина добавляют стрептомицин в небольших количествах. Доза раствора новока­ина на взрослую ли­сицу или песца – 10…20 мл, на взрослую норку или соболя – 5…7 мл при одностороннем введении; при двустороннем применении эту дозу делят пополам. В случае необходимости блокаду повторяют через 4...5 дней.

Наркоз (Narcosis)

При фиксации и лечении больных зверей нередко возникает необходимость обезболивания или наркоза.

В звероводческой практике используют три вида обезболива­ния: общий наркоз, местную или локальную , и спинномозговую анестезию . Последний вид обез­боливания применяют реже.

В зависимости от сложности опе­рации, состояния, вида и возра­ста зверя применяют наркотиче­ские, анальгезирующие, транкви­лизирующие средства, или соче­тание их и местное обезболива­ние.

Обезболивание достигается посредством инъекции 0,5%-го раствора новокаина.

Наркоз применяют: в фор­ме ингаляции, через рот или прямую кишку, слизистые оболочки пищеварительного тракта, в форме внутривен­ных вливаний, внутрибрюшинно или внутримышечно.

Общий наркоз применяют в основном при полостных операциях. В последние годы в практику звероводческих хозяйств успешно внедрены нейроплегические средства, в частности: хлороформ , эфир медицинский , хлоралгидрат и производные барбитуровой кислоты – амитал (барбамил), этаминал (нембутал) , гексенал , тиопентал натрия , аминазин или мепазин . Каждое средство можно использовать как отдельно, так и в определенной смеси или для комбинационного наркоза.

Для внутривенного глубокого хирургического наркоза пушных зверей пригод­ны лишь барбитураты кратковременного действия (тиопентал , гексенал , амитал , этаминал ).

Аминазин и мепазин расслабляют скелетную мускулатуру, хорошо уменьшают болезненность, обладают успокаивающим действием. При повышении дозы препарата наступает сон. Ориентировочно дозы для лисиц и песцов составляют (внутримышечно или подкожно) 0,05…0,075 г (2...3 мл 2,5%-го раствора) и более. В случае неэффективности, доза препарата во время операции увеличивается до прекращения сокращений мышц брюшной стенки (отсутствие реакции на болевой раздражитель). Доза аминазина для норок, хорьков и соболей – в 2...3 раза меньше.

В последнее время у зверей всех видов применяют в сочета­нии анальгезирующие (промедол , морфин , омнопон ) или транкви­лизирующие средства (аминазин , мепазин – производные фенотиазина) с местноанестезирующими веществами (новокаин , дикаин ).

Наркоз лисиц и песцов . Наиболее эффективными средствами для наркоза лисиц и песцов следует считать хлороформно-эфирную смесь , хлоралгидрат в чистом виде или в виде комбинаций с нембуталом или амиталом , нембутал , амитал , тиопентал натрия и гексенал в чистом виде. Хлороформ и эфир употребляют для нар­коза лисиц различного возраста и массы в соотношении 1:1 в дозе от 15 до 30 мл. Смесь вводят животному с помощью ингаляционной маски. При использовании метода ингаляции следует строго следить за со­стоянием зверя, его пульсом и дыханием. Сон у лисиц обычно на­ступает после предварительного периода возбуждения, длящегося не более 5…10 мин. Ингаляционный наркоз может вызвать пара­лич дыхательного центра (в период наркоза). В посленаркозный период иногда возникают отек легких и пневмония.

При остановке дыхания применяют искусственное дыхание, под кожу (а лучше внутривенно) вводят лобелин, возбуждающий ды­хательный центр, в дозе 0,25 мл 1%-го раствора, или кордиамин (коразол ), возбуждающий сосудодвигательный центр, в дозе 0,25 мл 0,5%-го раствора взрослой лисице.

Посленаркозные осложнения (отек легких и пневмонию) лечат симптоматическими средствами.

Хлоралгидрат вводят лисицам и песцам в прямую кишку в виде 10%-го водного раствора, предварительно добавив в него 2% крахмала . Раствор вводят шприцем с резиновой канюлей длиной 15 см или резиновой спринцовкой из расчета 0,3…0,5 г сухого вещества на кг массы животного. Перед введени­ем раствора прямую кишку освобождают от каловых масс. Наркоз наступает через 15…20 мин и длится до 2...2½ ч.

Лучшие результаты получены от метода, при котором использу­ют этаминал (нембутал ) или амитал (барбамил ) в комбина­ции с хлоралгидратом . Для этого за 1 ч до операции лисице или песцу вводят через рот корнцангом желатиновую капсулу, содержащую амитал или этаминал , из расчета 0,05...0,06 г амитала или 0,05...0,06 г этаминала на кг массы зверя. Эти средства в указанных дозах вызывают у зверей неполный нар­коз (базисный). Затем перед операцией зверю вводят в прямую кишку 10%-й водный раствор хлоралгидрата в количестве 6…15 мл, в зависимости от возраста и массы животного (0,2...0,3 г сухого хлоралгидрата на кг массы). Этот метод обеспечивает наркоз на 2...3 ч. Он почти не дает осложнений и заслуживает внимания при внутриполостных операциях.

Амитал и этаминал , применяемые для наркоза каждый отдель­но, вводят через рот в виде порошка, заключенного в желатино­вые капсулы, из расчета 0,07...0,08 г на кг массы животного. Эти же препараты в виде натриевых солей можно применять внутримышечно (в бедро) и внутривенно (v. saphena ) в виде 5…2,5%-х асептически приготовленных свежих водных растворов в дозе 1,5…2 мл внутримышечно или внутривен­но – до 1,5 мл 5%-го раствора на кг массы зверя.

Гексенал лисицам и песцам вводят внутривенно в виде 5%-го водного раствора в дозе 0,04...0,05 г, либо через прямую кишку в дозе 0,075 г сухого веще­ства на кг массы зверя.

Тиопентал применяют только внутривенно в 2,5%-м растворе из расчета 1 мл раствора на кг массы, но не более 0,25 г сухого ве­щества каждому крупному зверю – лисице и песцу. Подкожно и внутримышечно тиопентал не применяют, так как он вызывает некроз кожи.

Внутривенно растворы гексенала , амитала , этаминала и тиопентала необходимо вводить очень медленно, не более 1...2 мл в 1 мин, так как быстрое введение может вызвать оста­новку дыхания и нарушение кровообращения (явления коллапса). При явлениях коллапса рекомендуется внутривенно или внутри­мышечно ввести кордиамин (коразол ), лобелин , кофеин ; внутри­венно – 40%-й раствор глюкозы ; подкожно – камфорное масло .

Наркоз соболей и норок . При использовании средств для наркоза соболей необходимо быть весьма осторожным в выборе препаратов, дозировки и способа введения вследствие видовой осо­бенности этих пушных зверей – их повышенной нервной возбуди­мости.

Допустимы к применению морфин в комбинации с атропином , хлоралгидрат , тиопентал и амитал . Морфин применяют в виде 2…4%-х водных растворов под­кожно в разовой дозе соболю 0,01 г на кг мас­сы. Для снижения его токсического действия обязательно добав­ляют атропин (1%-й раствор в дозе 0,002 г на кг массы зверя). Введенные препараты вызывают глубокий продолжительный сон.

Хлоралгидрат вводят в прямую кишку при помощи спринцовки или шприца с резиновой канюлей в виде 10%-го раствора на 2%-й крахмальной слизи (0,5…0,7 г, слабым животным не выше 0,5 г, на кг массы).

Амитал задают животному внутрь в виде порошка в дозе 0,07…0,1 г на кг массы. Порошок задают осторожно, чтобы не вызвать аспирационного бронхита или пневмонии.

Менее опасно вводить натриевую соль амитала в виде 5%-го водного раствора внутримышечно в бедро из расчета 1,5…2 мл на кг массы зверя. Этот метод наркоза у соболей наиболее эффективен.

Тиопентал применяют в форме 2,5%-го раствора внутри­венно (v. saphena ) в дозе 1…1,5 мл раствора на кг массы. Вво­дят осторожно и медленно. Если наркоз не наступит, рекоменду­ется ввести дополнительно 1,25%-й раствор тиопентала до 1 мл на кг массы зверя с теми же предосторожностями. При под­кожном введении тиопентала возникает отек подкожной клетчат­ки с последующим некрозом кожи.

Для наркоза норкам применяют амитал или этаминал из расчета: через рот в порошке – 0,05…0,065 г; внутримышечно в виде 5%-го водного раствора натриевых солей – 1…1,5 мл на кг массы.

Растворы тиопентала и гексенала вводят и в брюшную полость. Для этого используют 5%-й раствор гексенала из расчета 0,8…1 мл на кг массы зверя; 2,5%-й раствор тио­пентал натрия – 0,8…1 мл на кг массы животного. Перед введением препаратов для наркоза необходимо путем легкого массажа мочевого пузыря удалить из него мочу. Иглу вводят в подвздошную область, животное фиксируют приподнятой задней частью тела.

При хирургических вмешательствах у пушных зверей применя­ют анальгезирующие средства – промедол внутримышечно или подкожно в виде 1...2%-го раствора из расчета соболю и норке – 0,002...0,003 г, лисице и песцу – 0,005…0,01 г на зверя в сочетании с местноанестезирующими веществами (0,5...1%-й раствор новокаина ) или нейроплегические средства – аминазин и мепазин в 0,5…2,5%-м растворе в сочетании с 0,5…1%-м раствором новокаина .

Аминазин и мепазин вводят внутримышечно, реже внутривенно в дозе 0,005...0,075 г на голову взрослому соболю или норке и 0,0125…0,02 г – на голову взрослой лисице или песцу. При этом необходимое количество аминазина или мепазина разводят в 1...2 мл 0,25…0,5%-го раствора новокаина; для внутривенного введения эти препараты применяют в минимальных дозах и разводят в 5…10 мл 20…40%-го раствора глюкозы или изотонического раство­ра хлористого натрия.

Мелентьев Олег Николаевич, кандидат ветеринарных наук, ветеринарный врач центра ветеринарной медицины «Ветус».

Значительные биологические особенности кроликов, отличающие их от других домашних животных, необходимо учитывать и в послеоперационный период. Кролика для восстановления после наркоза помещают на теплую подстилку или в обогреваемую клетку с теплым полом (рис. 1, 3), необходима температура около 35˚С. Как только температура тела кролика стабилизируется, и кролик сможет сидеть на лапах, обогрев необходимо уменьшить до 26-28˚С, так как кролики в таком состоянии не могут часто дышать и чувствительны к гипертермии. Отсутствие внешних раздражителей и комфортные условия внешней среды облегчают восстановление после наркоза. Только полностью пробудившегося кролика можно содержать при комнатной температуре.

Для содержания лучше всего подобрать помещение, где нет других животных и отсутствует их запах. Как только кролик восстановится достаточно для того, чтобы есть и пить, необходимо обеспечить его водой и кормом. Сразу после пробуждения и весь послеоперационный период предпочтительнее давать сено, траву, морковь. После экстракции резцов необходимо давать кролику мягкий, пюреобразный или тертый корм. Сено хорошего качества можно использовать и как подстилку для придания кролику положения на груди (рис. 2).

Хорошая техника операции, быстрота ее проведения и подходящий шовный материал уменьшают дискомфорт в области операционной раны, но в большинстве случаев требуется послеоперационная анальгезия. Оценка боли у кроликов может быть затруднена, так как они не проявляют многих признаков боли, характерных для животных других видов, а тихо сидят около задней стенки клетки, не реагируя на окружающее. Кролики чрезвычайно чувствительны к боли, особенно после операций на брюшной полости и удаления резцов. Боль и стресс стимулируют симпатическую нервную систему, снижают моторику желудочно-кишечного тракта. Снижение моторики кишечника является пусковым механизмом развития каскада неблагоприятных процессов, которые приводят к липидозу печени и смерти .

Определить наличие боли можно путем наблюдения за животным, но для этого необходимо близкое общение с ним до операции и знание особенностей его поведения. Такие физиологические параметры, как температура тела, частота сердечных сокращений и дыхания, под действием боли изменяются, но для определения этих параметров необходимо вытащить кролика из клетки, что уже само по себе способно вызвать их изменение. Кролики, испытывающие боль, не подходят к передней стенке клетки при виде корма. Они не ухаживают за шерстью и могут стать агрессивными по отношению к другим животным, содержащимся в этой же клетке. Боль в брюшной полости может проявляться принятием согнутого положения тела и скрежетом зубов. Иногда кролики ведут себя беспокойно, периодически подпрыгивают и крутятся по дну клетки. Следствием боли является полный отказ от корма .

Анальгезия лабораторных животных, в том числе кроликов, изучена в значительной степени. Для определения эффективности анальгетиков была разработана система оценки боли, хотя индивидуальные особенности могут влиять на восприятие боли, особенно средней интенсивности. Дозы препаратов, требующиеся для обеспечения анальгезии, зависят от раздражителя , поэтому необходимо следить за кроликом и определять его реакцию на анальгезию. Боль – это состояние, угрожающее жизни кролика, поэтому все кролики, испытывающие боль, должны быть обеспечены анальгезией.

Анальгезия – это "отсутствие болевой чувствительности или облегчение боли без утраты сознания" . В ответ на боль и другие стресс-факторы освобождаются эндогенные опиоиды и уменьшают болевую чувствительность. Воспаление или гипоксия в месте повреждения приводят к освобождению ноцицептивных веществ, таких как кинины, которые, в свою очередь, стимулируют образование простагландинов.

Опиоидные анальгетики – препараты центрального действия, используемые при сильном болевом синдроме, оказывают специфическое влияние на центральную нервную систему. Фармакологические эффекты связаны с влиянием на опиоидные рецепторы ЦНС. Разнообразные опиоидные рецепторы обнаружены в головном мозге, спинном мозге и в других тканях, в том числе и в желудочно-кишечном тракте. Опиоиды вызывают определенный эффект в зависимости от типа рецепторов, и в их действии имеются видовые различия:

– µ- (mu) рецепторы главным образом отвечают за супраспинальную анальгезию, эйфорию, угнетение дыхания и вызывают у человека физическую зависимость;
– к- (kappa) рецепторы в основном отвечают за спинальную анальгезию, миоз и седацию ;
– σ- (sigma) рецепторы отвечают за дисфорию (угрюмое, ворчливо-раздражительное, злобное настроение с повышенным беспокойством в ответ на любой внешний раздражитель), галлюцинации, возбуждение дыхания и различные вазомоторные эффекты.

Другие рецепторы, такие как δ- (delta) рецепторы, имеются в различных тканях . Воздействие на µ- и к-рецепторы наиболее важно для облегчения боли.
Другие воздействия, такие как угнетение дыхания, седация или воздействие на моторику желудочно-кишечного тракта, могут быть или не быть полезными в зависимости от ситуации, когда эти препараты применяются .

У кроликов наркотические анальгетики используются для обеспечения анальгезии и, в некоторых случаях, для анестезии . Их также можно применять после анестезии для продления анальгетического эффекта. С другой стороны, наркотические анальгетики вызывают у кроликов угнетение дыхания и психики, гипотермию и брадикардию.

Бупренорфин (Buprenorphine) – сильный, длительно действующий анальгетик, частичный опиоидный агонист. У кроликов используется для длительной анальгезии с целью устранения острой или хронической боли в области внутренних органов в дозе 0,02-0,05 мг/кг перорально или внутримышечно каждые 6-12 часов; 0,5 мг/кг ректально каждые 12 часов . Бупренорфин также применяют для предотвращения угнетающего воздействия на дыхание фентанила после операций, когда для наркоза используют комбинацию фентанил/флюанизон и бензодиазепины .

Буторфанол (Butorphanol) – синтетический агонист-антагонист опиоидных рецепторов. У кроликов буторфанол обеспечивает анальгезию и легкую седацию, не вызывает угнетение дыхания, если не использовать высокие дозы . Применяют для снятия послеоперационной боли в дозе 0,4 мг/кг перорально каждые 4-6 часов .

Исследованиями доказано, что использование высоких доз буторфанола вызывает меньший анальгетический эффект, чем более низких . Период полувыведения буторфанола у кроликов в дозе 0,5 мг/кг составляет 1,64 часа после внутривенного применения и 3,16 часа после подкожного . Буторфанол можно использовать для устранения угнетающего воздействия на дыхание µ-агонистов, таких как фентанил, морфин и пефидин.

Трамадол (Tramadol) – опиоидный анальгетик, производное циклогексанола. Неселективный агонист µ-, δ- и к-рецепторов в ЦНС. Представляет собой рацемат (+) и (-) изомеров (по 50%), которые различным образом участвуют в обезболивающем воздействии. Изомер (+) является чистым агонистом опиоидных рецепторов, имеет невысокий тропизм и не обладает выраженной селективностью по отношению к различным подтипам рецепторов. Изомер (-), угнетая нейрональный захват норадреналина, активирует нисходящие норадренергические влияния. Благодаря этому нарушается передача болевых импульсов в желатиновую субстанцию спинного мозга, что вызывает седативный эффект . В терапевтических дозах практически не угнетает дыхание. Оказывает противокашлевое действие. Более 80% трамадола выделяется у кроликов через почки . После перорального применения трамадола в дозе 11 мг/кг побочных эффектов не возникало. Период полувыведения составлял 145,4 +/- 81,0 минут; максимальная концентрация в плазме крови 135,3 +/- 89,1 нг/мл . Рекомендуемая для кроликов доза – 2,0-4,0 мг/кг каждые 12 часов.

Фентанил/флюанизон (Fentanyl/fluanisone). Фентанил – сильный опиоидный агонист, действующий преимущественно на µ-рецепторы и вызывающий анальгезию, угнетение дыхания и – у людей – эйфорию. По силе анальгетического действия в 20-100 раз превышает морфин . Его анальгетический эффект усиливается флюанизоном, который также снимает угнетающее воздействие на дыхание. По мнению многих авторов, это лучший препарат, используемый у кроликов для седации и анестезии, глубокая анальгезия продолжается 3 часа после введения . Комбинацию фентанил/флюанизон используют для премедикации, седации и сильной анальгезии или, в сочетании с мидазоламом, для анестезии.

В некоторых случаях альтернативой опиоидным анальгетикам могут быть нестероидные противовоспалительные средства (НПВС), которые ингибируют синтез циклооксигеназы, простагландинов и сходных с ними веществ. Циклооксигеназа – это фермент, способствующий образованию простагландинов из арахидоновой кислоты клеточных мембран. Существует два изомера циклооксигеназы: COX-1 и COX-2. Все НПВС обладают анальгезирующими, антипиретическими и противовоспалительными свойствами. Их потенциальный токсический эффект связан с изомерами циклооксигеназы. COX-1 обладает рядом физиологических свойств, и ингибирование COX-1 считается причиной большинства токсических эффектов НПВС. COX-2 образуется в местах воспаления под действием медиаторов воспаления .
Карпрофен меньше ингибирует циклооксигеназу и поэтому менее токсичен, он имеет другой механизм действия. Структура молекулы также влияет на фармакологическое действие, особенно НПВС, относящихся к группе 2-arylproprionic acid subgroup (производные пропионовой кислоты: карпрофен, кетопрофен и ведапрофен). У некоторых видов животных их метаболизм имеет отличия. Обычно интервал применения НПВС у новорожденных и старых животных должен быть больше для снижения токсичности .

Подавление нормальной регуляции простагландинами может привести к недостаточной перфузии в почках у гипотензивных пациентов и к острой почечной недостаточности. Такое случается во время анестезии, особенно если есть значительная кровопотеря, тогда следует поддерживать кровяное давление введением необходимого количества растворов. Желательно делать 24-часовой перерыв между применением НПВС разных типов.
НПВС могут использоваться для послеоперационной анальгезии и лечения хронических остеоартритов. Действие НПВС на синтез простагландинов у кроликов значительно. Простагландины стимулируют выделение у кроликов мягкого кала, ингибируя перистальтику проксимального отдела кишечника и стимулируя моторику дистальных отделов.

Аспирин (Aspirin) ингибирует циклооксигеназу, что приводит к уменьшению синтеза простагландинов и тромбоксантов, уменьшает агрегацию тромбоцитов и воспаление. Аспирин – эффективный анальгетик для кроликов , он применяется как средство первой помощи, поэтому многие владельцы кроликов имеют его у себя дома. Доза для перорального применения составляет 100 мг/кг. Максимальная концентрация в сыворотке крови у кроликов достигается через 1-2 часа. Аспирин может вызывать уменьшение количества тромбоцитов и тенденцию к кровотечению у лабораторных кроликов . Анальгезирующие свойства слабее по сравнению с некоторыми другими НПВС, такими как карпрофен и флуниксин.

Карпрофен (Carprofen) – слабый ингибитор циклооксигеназы с низким соотношением COX-1:COX-2 и минимальным токсическим эффектом. Карпрофен в связи с его доступностью можно назначать после хирургических операций всем пациентам. Хотя он может применяться перорально (1,5 мг/кг 2 раза в день), исследования показали, что лучше вводить его подкожно или внутривенно (2-4 мг/кг 1 раз в день) .
При подкожном введении могут возникнуть неблагоприятные последствия, связанные с возможным попаданием препарата в дерму. Для снижения количества осложнений необходимо быть уверенным, что препарат попал в подкожную клетчатку, а не в дерму, и сделать массаж области введения препарата после инъекции. Карпрофен особенно показан при острых болях после переломов и травм.

Флуниксин (Flunixin) – мощный ингибитор циклооксигеназы, который успешно используется как противовоспалительное средство у коров и лошадей. Производители не рекомендуют использовать его, пока пациент полностью не вышел из общей анестезии, поскольку этот НПВС может привести к уменьшению почечного кровотока. Он также не может применяться одновременно с другими нефротоксичными препаратами, такими как гентамицин . Флуниксин может быть использован как анальгетик и противовоспалительный препарат у кроликов в дозе 1,1 мг/кг 2 раза в день, подкожно .
Представляет интерес возможность применения ингибиторов циклооксигеназы для лечения энтеротоксемии. Elmas M. еt al. (2008) успешно применили с этой целью 2,2 мг/кг флуниксина и 5 мг/кг энрофлоксацина внутривенно .

Кетопрофен (Ketoprofen). Применение кетопрофена описано у мелких млекопитающих, включая кроликов , он является альтернативой карпрофену и мелоксикаму. Применяют перорально, два раза в день, в дозе 1-3 мг/кг.

Мелоксикам (Meloxicam) – это НПВС с низким отношением COX-1:COX-2 . Он обладает сильным антиартритным действием и небольшой способностью провоцировать появление раздражения желудка у животных, по сравнению с другими НПВС . Исследования его токсичности показали хорошую переносимость и прекрасную устойчивость к нему тканей кроликов .

Освобождение желудка от данного препарата и интестинальный транспорт не изменяются от терапевтических доз мелоксикама, за исключением кратковременного воздействия на кислотность желудка. Дозы, существенно превышающие рекомендованные для противовоспалительного действия, не влияли на экскрецию воды, электролитов и креатинина на протяжении всего периода наблюдения. После однократного перорального применения мелоксикама в дозе 0,3 и 1,5 мг/кг максимальная концентрация препарата в плазме достигалась через 6-8 часов и составляла 0,14 и 3,0 мкг/мл соответственно, снижаясь до неопределяемого уровня за 24 часа. При пятидневном применении препарата кумуляции его не наблюдали, для достижения необходимой терапевтической концентрации при применении один раз в день необходимы дозы, превышающие 0,3 мг/кг . Кроликам препарат можно давать с цветочным медом для долгосрочной анальгезии при болезненных состояниях, таких как артрит или спондилез, в дозе 0,1-0,2 мг/кг каждые 12 часов.

Carpenter J. W. еt al. (2009), изучая фармакокинетику мелоксикама у кроликов, установили, что достаточно перорального использования препарата в дозе 0,2-0,3 мг/кг один раз в день, и не обнаружили побочных эффектов, применяя его в течение 10 дней. Максимальная концентрация препарата в плазме в первый день была 0,17 мкг/кг, на 10-й день – 0,24 мкг/кг . Кроме того, Salhab A. S. еt al. (2001) установили, что мелоксикам в дозе 20 мг/кг интраперитонеально ингибирует овуляцию у крольчих при введении через 2 и 5 часов после коитуса .

НПВС выбирают с учетом их анальгетической и противовоспалительной активности. Такие препараты, как флуниксин и карпрофен, обеспечивают анальгетическое действие, сравнимое с опиоидными анальгетиками. Leach M. C. еt al. (2009) изучили влияние боли и стресса на поведение кроликов после овариогистерэктомии и возможность применения мелоксикама в послеоперационный период. Установили, что для достаточной анальгезии при повреждении мягких тканей кролику необходимы большие дозы препарата (начальная доза – 1 мг/кг, последующая – 0,5 мг/кг/день) или сочетание мелоксикама с опиоидными анальгетиками .
Cooper C. S. еt al. (2009) сравнивали влияние на аппетит кроликов мелоксикама и бупренорфина в течение 7 дней после операции, количество фекалий и мочи, вес тела и уровень анальгезии и пришли к выводу, что мелоксикам является хорошей альтернативой бупренорфину и при его применении риск развития анорексии и желудочно-кишечного стаза минимальный .

Для уверенности в адекватности анестезии можно использовать одновременно опиоидные анальгетики и НПВС с минимальной опасностью побочных эффектов.
Когда кролика отдают из стационара, владельца инструктируют о необходимости внимательно наблюдать за поведением питомца, употреблением корма и выделением твердого кала. Кролика необходимо привезти для повторного осмотра, если он не ест более 24 часов. Если владелец кролика не уверен, что кролик ест или его аппетит снижен, необходимо госпитализировать животное для дальнейшего наблюдения. Кролик, который не начинает есть после операции, нуждается в лечении для профилактики или устранения желудочно-кишечного стаза и в пересмотре назначений на послеоперационный период.

Литература

Список

1. Пламб, Дональд К. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002. – 856 с.
2. Aeschbacher, G. Rabbit anesthesia // Compendium on Continuing Education, 1995, 17, 1003-1011.
3. Carpenter J. W., Pollock C. G., Koch D. E., Hunter R. P. Single and multiple-dose pharmacokinetics of meloxicam after oral administration to the rabbit (Oryctolagus cuniculus) // J Zoo Wildl Med. 2009 Dec; 40(4): 601-6.
4. Cooper C. S., Metcalf-Pate K. A., Barat C. E., Cook J. A., Scorpio D. G. Comparison of side effects between buprenorphine and meloxicam used postoperatively in Dutch belted rabbits (Oryctolagus cuniculus) // J Am Assoc Lab Anim Sci. 2009 May; 48(3): 279-85.
5. Elmas M., Yazar E., Uney K., Er Karabacak A., Traş B. Pharmacokinetics of enrofloxacin and flunixin meglumine and interactions between both drugs after intravenous co-administration in healthy and endotoxaemic rabbits // Vet J. 2008 Sep; 177(3): 418-24. Epub 2007 Jul 17.
6. Fujibayashi K., Sakamoto K., Watanabe M., Iizuka Y. Pharmacological properties of R-84760, a novel kappa-opioid receptor agonist // Eur J Pharmacol. 1994 Aug 11; 261(1-2): 133-40.
7. Flecknell P. A. The relief of pain in laboratory animals // Lab Anim., 1984; 18, 147-160.
8. Flecknell P. A. Analgesia in small mammals // Sem Avian Exotic Pet Med., 1998; 7, 41-47.
9. Flecknell P. A., Liles J. H., Wootton R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids // Lab Anim. 1989 Apr; 23(2): 147-55.
10. Green C. J. Neuroleptanalgesic drug combinations in the anaesthetic management of small laboratory animals // Lab Anim., 1975; 9, 161–178.
11. Hawkins M. G., Taylor I. T., Craigmill A. L., Tell L. A. Enantioselective pharmacokinetics of racemic carprofen in New Zealand white rabbits // J Vet Pharmacol Ther. 2008 Oct; 31(5): 423-30.
12. Hayashida M., Fukunaga A., Fukuda K., Yamazaki S. Y., Arita H., Hanaoka K. A rabbit model for evaluation of surgical anesthesia and analgesia: characterization and validation with isoflurane anesthesia and fentanyl analgesia // J Anesth. 2004; 18(4): 282-91.
13. Hubbell J. A., Muir W. W. Evaluation of a survey of the diplomates of the American College of Laboratory Animal Medicine on use of analgesic agents in animals used in biomedical research // J Am Vet Med Assoc. 1996 Sep 1; 209(5): 918-21.
14. Jenkins W. L. Pharmacologic aspects of analgesic drugs in animals: an overview // J Am Vet Med Assoc., 1987; 191, 1231–1240.
15. Karachalios T., Boursinos L., Poultsides L., Khaldi L., Malizos K. N. The effects of the short-term administration of low therapeutic doses of anti-COX-2 agents on the healing of fracture // An experimental study in rabbits. J Bone Joint Surg Br. 2007 Sep; 89(9): 1253-60.
16. Leach M. C., Allweiler S., Richardson C., Roughan J. V., Narbe R., Flecknell P. A. Behavioural effects of ovariohysterectomy and oral administration of meloxicam in laboratory housed rabbits // Res Vet Sci. 2009 Oct; 87(2): 336-47. Epub 2009 Mar 19.
17. Lintz W., Erlaçin S., Frankus E., Uragg H. Biotransformation of tramadol in man and animal Arzneimittelforschung. 1981; 31(11): 1932-43.
18. Miyazaki Y., Horii Y., Ikenaga N., Shimoda M., Kokue E. Possible active transport mechanism in pharmacokinetics of flunixin-meglumine in rabbits // J Vet Med Sci. 2001 Aug; 63(8): 885-8.
19. Ohya M., Taguchi H., Mima M., Koumoto K., Fukae T., Uchida M. Effects of morphine, buprenorphine and butorphanol on airway dynamics of the rabbit // Masui. 1993 Apr; 42(4): 498-503.
20. Osterloh G., Friderichs E., Felgenhauer F., Günzler W. A., Henmi Z., Kitano T., Nakamura M., Hayashi H., Ishii I. General pharmacological studies on tramadol, a potent analgetic agent Arzneimittelforschung. 1978; 28(1a): 135-51.
21. Portnoy L. G., Hustead D. R. Pharmacokinetics of butorphanol tartrate in rabbits // Am J Vet Res., 1992; 53, 541.
22. Richardson V. C. G. Rabbits Health, Husbandry and Diseases. Blackwell Science Ltd, 2000. – 178 р.
23. Salhab A. S., Gharaibeh M. N., Shomaf M. S., Amro B. I. Meloxicam inhibits rabbit ovulation // Contraception. 2001 Jun; 63(6): 329-33.
24. Small Animal Clinical Pharmacology / Jill Maddison еt al. – Elsevier Limited, 2008. – 589 p.
25. Stephen J. Birchard, Robert G. Sherding – Saunders Manual of Small Animal Practice, Third Edition, 2005. – 2008 p.
26. Souza M. J., Greenacre C. B., Cox S. K. Pharmacokinetics of orally administered tramadol in domestic rabbits (Oryctolagus cuniculus). Am J Vet Res. 2008 Aug; 69(8): 979-82
27. Turner P. V., Chen H. C., Taylor W. M. Pharmacokinetics of meloxicam in rabbits after single and repeat oral dosing // Comp Med. 2006 Feb; 56(1): 63-7.
28. Turner P. V., Kerr C. L., Healy A. J., Taylor W. M. Effect of meloxicam and butorphanol on minimum alveolar concentration of isoflurane in rabbits // Am J Vet Res. 2006 May; 67(5): 770-4.
29. Wixson S. K. Anesthesia and analgesia. In The Biology of the Laboratory Rabbit, Academic Press, 2nd edn. 1994 (P. J. Manning and D. H. Ringler, eds). pp 87–109.

Разина А.В., Фролова А.И., Сергеев М.А.
ФГОУ ВПО «Казанская государственная академия ветеринарной медицины им. Н.Э.Баумана»

Расширение видового спектра животных, содержащихся в домашних условиях (декоративные кролики, крысы, хомячки, хорьки и др.), и наличие у них хирургической патологии требует разработки надежного обезболивания при выполнении оперативных вмешательств различной продолжительности и сложности с минимальным влиянием на гомеостаз.

Материалы и методы

Опыты проведены на 15 кроликах в возрасте б месяцев, которые были разделены по принципу аналогов на 3 группы (по 5 животных в каждой).

Животным первой группы для премедикации вводили 2%раствор ксилозина гидрохлорида (рометара) внутримышечно в дозе 4.0-6,0 мг/кг массы, а затем внутривенно в краевую вену уха вводили 1 % водную эмульсию пропофола (дипривана) из расчета 5,0-7,5 мг/кг массы тела.

Животным второй группы вводили внутривенно золетил-50 в дозе 6,6 мг/кг массы

Животным третьей группы вводили внутримышечно рометар в дозе 4,0-6,0 мг/кг, а через 20 минут внутримышечно - золетил-50 в дозе 5-10 мг/кг.

Показатели температуры тела, пульса и дыхания, характеризующие общий клинический статус животных, начинали определять до введения анестетиков, а затем после: через 10, 30, 60 минут, 3 и 24 часа.

При определении глубины анестезии, учитывали высоту амплитуды экскурсии грудной клетки, цвет слизистой оболочки ротовой полости и языка, тонус жевательных мышц, экстензоров и флексоров суставов конечностей, оценивали степень дилатацпи зрачка, выраженность реакции зрачка на изменение освещенности и корнеального рефлекса (прикосновение к конъюнктиве, роговице), степень кожной болевой чувствительности (уколом иглой кожи у корня хвоста, внутренней поверхности бедра, мочки носа), условные реакции.

Частоту сердечных сокращений определяли по формуле, используя запись ЭКГ. Число ударов в минуту равно 3000, деленное на расстояние между двумя комплексами в мм (Мартин М..2004). Запись осуществляли во втором отведении со скоростью движения бумаги 50 мм/с с игольчатых электродов, закрепленных на грудных конечностях в области плеча, а на тазовых - в области бедра.

Результаты исследований.

1 группа: Через 5 минут после введения рометара у кроликов первой группы отмечалось сужение зрачка, животные опускали голову. Наблюдались легкая седация и умеренное снижение болевой чувствительности. Но даже при попытке придать им боковое положение животные оказывали сопротивление.

Через 10 минут после премедикации седация усиливалась, однако на некоторые манипуляции, связанные с фиксацией в боковом положении, животные оказывали достаточно активное сопротивление.

Через 5 минут после внутривенного введения дипривана у кроликов наблюдалась хорошо выраженная релаксация мышц конечностей, но корнеальный рефлекс и болевая чувствительность сохранялись, что исключало возможность выполнения даже малых хирургических вмешательств. Животные начинали самостоятельно передвигаться уже через 30-35 минут после введения пропофола.

У животных этой группы установлено кратковременное незначительное повышение температуры тела, а после введения дипривана началось снижение: через 5 минут на 0,8°С, через 30 - на 2,2°С, а через час на 2,3°С (Рис.1).

У кроликов этой группы после премедикации рометаром отмечалось урежение частоты сердечных сокращений до 156 уд/мин, что на 35% ниже исходных данных, которое продолжалось и после введения пропофола, а через 30 минут появилась тенденция к постепенной нормализации данного показателя (Рис.2).

Описанные изменения сопровождались и урежением дыхания: через 15 минут после премедикацип на 10 дых. дв/мин, через 5 минут после введения дппривана на 18 дых. дв/мин по сравнению с первоначальным значением, которое составляло 70 дых. дв/мин.. Через 30 минут зарегистрировано 48 дых.дв./мин. и лишь через час появились признаки начавшегося восстановления частоты дыхания (56 дых. дв./мин.) (Рис.3).

Проведенные в дальнейшем исследования показали, что температура тела, частота пульса и дыхания через 24 часа после попытки введения кроликов в состояние обшей анестезии данным способом не отличались от полученных до начала введения препаратов.

2 группа: После внутривенного введения 5% раствора золетпла кроликам второй группы наблюдали мгновенную релаксацию мышц. Корнеальный рефлекс и болевая чувствительность через 1 минуту отсутствовали, но уже через 5 минут после появились вновь. Через час восстановилась двигательная активность кроликов, а через 1,5 часа они уже могли самостоятельно передвигаться.

При изучении показателей, характеризующих клинический статус подопытных кроликов этой группы, установлено понижение температуры тела, которое началось через 5 минут после введения золетила и через 30 температура тела была на 1,2°С, а через час на 1,6°С ниже исходного уровня (Рис.1).

После введения препарата регистрировали кратковременное учащение пульса- через 10 минут на 11 уд/мин., которое сменилось его урежением (на 28 уд/мин. меньше исходного показателя) (Рис.2).

Все описанные изменения сопровождались снижением количества дыхательных движений. Спустя 30 минут после введения раствора золетила глубина и частота дыхания начали восстанавливаться, но первоначального уровня, как и все другие показатели, достигли через сутки (Рис.3).

3 группа: После введения рометара все изменения в состоянии животных третьей группы были аналогичны изменениям, обнаруженным у кроликов первой группы.

Через 5 минут после внутримышечного введения золетила наступала полная релаксация мышц, отсутствовали корнеальный рефлекс и болевая чувствительность, зрачок расширялся.

В среднем по группе через 30 минут корнеальный рефлекс и болевая чувствительность восстанавливались. Через час животные пытались вставать, а самостоятельно передвигаться начинали через 1,5 часа после введения золетила. Отсутствие болевой чувствительности в течение 30 минут позволяет выполнить такие операции, как овариогистерэктомия самок, кастрация самцов, ушивание ран и др.

После введения золетила у кроликов начиналось снижение температуры тела, которая через 10 минут была на 0,4Т, через 30 минут на 1,4°С, а через час на 2,5°С ниже исходного значения (Рис.1).

Наблюдавшееся после введения рометара урежение пульса, после введения золетила сменялось его постепенной нормализацией (через 30 минут - 172 уд/мин.), после чего вновь наблюдалась брадикардия (155 уд/мин через 1 час после начала введения кроликов в состояние общей анестезии) (Рис.2).

Описанные изменения сопровождались урежением дыхания. Количество дыхательных движений через 30 минут после введения золетила становилось минимальным (38 дых.дв/мин). Затем количество дыхательных движений постепенно увеличивалось и через 3 часа составляло 76 в минуту (Рис.3).

Проведенные через 24 часа наблюдения показали, что общее состояние и пищевая возбудимость кроликов, а также поедаемость ими корма были хорошими. Данные температуры, пульса и дыхания не имели существенных отличий от установленных до начала применения изучаемых препаратов.

Таким образом, проведенные исследования позволяют считать наиболее оптимальным выбор метода, проводившегося у животных третьей опытной группы: общая анестезия кроликов с применением рометара для премедикации, а на его фоне - золетила в указанных дозах.

журнал "Ветеринарная клиника" №1 2008

Почему кроликов кастрируют или стерилизуют:
-Считается, что кастрированные и стерилизованные кролики обладают более крепким здоровьем, а следовательно и живут дольше. Стерилизацией крольчих вы фактически устраняете риск получения раковых заболеваний репродуктивных органов самок. Кастрированный самец же проживет гораздо дольше и получит меньше увечий из-за того, перестанет пытаться драться с другим домашними животными (другие кролики, коты и пр.).
—Кастрированные и стерилизованные кролики более дружелюбные и компанейские. Они спокойнее, боле ласковые, предсказуемые. Кроме того, кроли совершают куда меньше поломок в доме (меньше грызут мебель и роют норы в коврах), снижается агрессия (попытки укусить, поцарапать, нарычать на хозяев, вырваться и убежать). После операции они
-Перестают метить. После кастрации и стерилизации кролики, как самцы, так и самки, перестают метить территорию и гораздо легче приучаются ходит в туалет в одно место, нежели до этого.
—Кастрация и стерилизация кроликов – это своего рода ваш в вклад в контроль за рождаемостью животных. Более 15000 замечательных домашних животных, таких как кошки, кролики, собаки ежегодно погибают в нашей стране (в данном контексте США) от холода и голода будучи оставленными своими хозяевами на произвол судьбы. Многие животные погибают от того, что их выпускают в лесопарки или просто на улицу, где они лишены пищи и погибают от болезней, а также являются легкой добычей для других животных и или погибают перебегая дорогу. Вовсе не факт, что крольчата, которых вы сдадите в зоомагазин обретут лучшую долю. Т.к. они будут проданы как товар первому попавшему покупателю и никто не будет проверять для какой цели покупаются животные. Многие крольчата пойдут на корм змеям или будут куплены в качестве утехи для ребенка, которому вскоре надоест.
—Кастрированные и стерилизованные куда более благодушно и игриво относятся к новым друзьям. Кролики социальные животныи и она с удовольствием дружат с другими кроликами. Но пока они не стерилизованы, к сожалению они не могут относится к другому кролику как к другу, по причине сексуальных домогательств (к противоположному полу) или агрессии к кроликам того же пола, что вызвано гормонами.
—Операции по кастрации и стерилизации кроликов — безопасны (при условии, если вы обратились к опытному ветеринару). Ассоциация домашних кроликов www.rabbit.org сталкивалось с подобными операциями более тысячи раз. Смертельные случаи составляют примерно 0.1% от подобных операции, основная причина – анестезия. Опытный ветеринар специализирующий на кроликах проведет такую операцию практически без риска для здоровья вашего питомца. Не позволяйте ветеринару с низким стажем или не имеющего опыта большого опыта проводит подобные операции вашему питомцу.
Действительно ли операция безопасна для кроликов?
Подобная операция также безопасна для кроликов, как и для других животных. К сожалению, большинство ветеринаров не владеют техникой проведения безопасных операций для кроликов. Не позвольте, неопытному ветеринар или ветеринару который не работал с кроликами проводить операцию вашими питомцу. А также необходимо правильно ухаживать за кроликом до и после операции.
В каком возрасте кролика можно проводить операцию?
Самкам можно проводить операцию после наступления половой зрелости в 4 месяца, но большинство ветеринаров предпочитают дождаться шестимесячного возраста, так как для более молодых кроликов операция может менее безлопастной. Самцов кастрируют начиная с 3.5 месяцев, как только у них опустятся яичники, но большинство ветеринаров советуют подождать до пяти месяцев.
С какого возраста уже поздно проводить данную операцию?
Ветеринары считают по-разному, но в одном их мнения сходятся: после шестилетнего возраста как наркоз, так и сама операция становятся более опасными для здоровья. Эта идея всега своевременна, единственное, если ваш кролик старше двух лет, стоит сделать предварительное обследование особенно сердечно-сосудистой системы. Обследование может обойтись вам гораздо дороже самой операции, но оно может выявить причины по которым операция могла бы быть более опасной для вашего питомца. Предварительно обследование особенно важно для выбора наркоза.
Как определить, была ли стерилизована самка у предыдущих хозяев или заводчика?
Велика вероятность того, что самка не была стерилизована. Можно побрить низ живота и посмотреть есть ли там шрам. Однако современные технические приемы позволяют ветеринарам проводить подобные операции без шрамов. Есть шанс, что ветеринар поставит клеймо на животе, свидетельствующее о проведенной операции, но это маловероятно. Поэтому единственный способ это проверить э то еще одна операция.
Какие вопросы мне стоит задать в ветеринарной клинике ветеринару?
Сколько хозяев кроликов обращается к вам в год?
Сколько операций по кастрации/стерилизации кроликов данный ветеринар провел за последний год?
Каков процент удачных операций? 90% успешных операций – это слишком маленький процент для такого рода операций. Любой доктор, ветеринар или человеческий, теряет пациента по случайности, как правило, из-за не диагностированного заболевания или недуга. Ветеринары по всей стране (США), кастрировавшие/стерилизовавшие кроликов для House Rabbit Society потеряли жизни менее 0,5% от общего числа прооперированных животных. — Если были летальные случаи, то что явилось причиной?
Удаляет ли врач и яичники, и матку? (ветеринар должен удалить оба органа)
Врач делает «открытую» или «закрытую» операцию по кастрации? (Закрытая предпочтительнее – позвольте врачу объяснить разницу).
Хирургический проход (entry) к яичкам будет сделан через мошонку или через брюшную полость? (Проход через брюшную полость необоснованно повышает травму кролика самца).
Требует ли ветеринар воздерживать животное от еды и питья до операции? (Лучше этого не делать – кролика не может вырвать, так что этого не стоит опасаться во время операции, и нельзя позволять, чтобы у кролика полностью опустошался пищеварительный тракт).
Какие анестетики будут использоваться? (Многие ветеринары весьма успешно проводят операции с использованием иного, чем изофлуран, анестетика. Но после них кролик будет как пьяный («hung over”), и, скорее всего не сможет долгое время после операции есть, что в свою очередь повлечет серьезные проблемы, если вовремя не заняться их решением.
Обсудите с ветеринаром операционный и послеоперационный уход. Узнайте, как будут выявляться возможные проблемы, как часто ветеринар или его помощник сможет зайти проведать вашего малыша? Будут ли они что-либо предпринимать для установления возможных послеоперационных проблем? Какой уход будет предоставлен вашему питомцу непосредственно после операции: кислород, тепло, покой (лающие собаки и мяукающие кошки в соседних клетках – не самый лучший вариант). Что врачи будут предпринимать для приведения кролика в чувства?! Задавайте вопросы! Это привлечет внимание ветеринара. Дайте ему понять, что вы озабочены здоровьем своего питомца и будете строго следить за его действиями.
Какой до- и послеоперационный уход следует предоставить кролику?
Давайте своему кролику ацидофилин пару дней до операции, просто чтобы быть уверенным, что у кролика все в порядке с пищеварительной системой.
Ни в коем случае не меняйте его рацион. После операции давайте также ацидофилин, пока аппетит не придет в норму.
Ежедневно проверяйте швы. После кастрации мошонка может быть наполнена жидкостью. Теплый компресс будет весьма кстати, но чрезмерно волноваться не стоит. Если появится намек на инфекцию, срочно покажите кролика ветеринару.
Держите прооперированную самку отдельно от самцов (кастрированных или нет не имеет значения), поскольку ей может быть нанесена серьезная травма, если самец попытается покрыть ее. После операции следите за тем, чтобы было тихо и спокойно, чтобы кролик не испугался и не запаниковал, не провоцируйте акробатические пируэты, но позвольте кролику свободно передвигаться в обжитом месте – кролик сам знает, что ему причинит боль, а что нет.
Многие ветеринары оставляют кроликов в клинике на ночь. Если же ветеринар разрешает вам забрать кролика домой, то вам необходимо знать следующее:
-Многие самцы, после операции возвращаясь домой, надеются обнаружить вкусный ужин, убедитесь, что у них есть любимые гранулы, вода и пучок свежего сена (хорошая свежая люцерна поможет кролику восстановить аппетит).
-Многие самки предпочитают, чтобы их оставили в покое, они не проявляют аппетита и будут тихо сидеть в дальнем углу клетки или в том уголке дома, где они будут уверены, что их не потревожат.
На следующее утро или к вечеру следующего после операции дня необходимо, чтобы кролик что-нибудь поел. Не имеет значения, что и сколько, так как с поступлением пищи пищеварительный тракт будет продолжать работать. Если кролик все-таки не ест, то, в крайнем случае, приготовьте ему смесь из кроличьих гранул (1 часть гранул и 2 части воды, тщательно измельчите в блендере, добавьте ацидофилин и кормите маленькими порциями через шприц (без иглы) с боковой стороны рта кролика). Самка случайно может снять швы. Наложите швы снова, а после соорудите повязку, обвернув вокруг ее живота столовое полотенце и закрепив его с помощью эластичного бандажа. Проследите, чтобы крольчиха могла свободно дышать, но чтобы бандаж был четко зафиксирован.